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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA - DOC

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA - DOC Powered By Docstoc
					          UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA
                  CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
                 DEPARTAMENTO DE AQÜICULTURA




    CONSELHO NACIONAL DE DESENVOLVIMENTO
                 CIENTÍFICO E TECNOLÓGICO



RELATÓRIO DE BOLSAS - AT – CNPQ


PROJETO : IMPLEMENTAÇÃO DA PRODUÇÃO DE LARVAS E
          SEMENTES DE MOLUSCOS BIVALVES EM SANTA
          CATARINA



PROCESSOS NO.:    372546/2009-9 - KHAUÊ SILVA VIEIRA
                  372588/2008-5   - MARIANE SILVEIRA




COORDENADOR : JAIME FERNANDO FERREIRA,Dr.




                         FLORIANÓPOLIS
                              2010
                                       RESUMO

Este relatório refere-se a atividades desenvolvidas por dois bolsistas que estiveram
envolvidos em APOIO TÉCNICO às atividades de produção de larvas e sementes de
moluscos bivalves no Laboratório de Moluscos Marinhos (LMM) da Universidade
Federal de Santa Catarina. Sendo assim, tem mais caráter tecnológico e de extensão do
que de experientação científica e, assim está estruturado o relatório. Além de visar apoio
à manutenção e ampliação da produção de larvas e sementes, contribui também para
ampliar os conhecimentos adquiridos nas salas de aula pelos alunos e apoiar o
desenvolvimento de TCCs, Dissertações e Teses de pós graduação. São descritas assim,
atividades desenvolvidas no laboratório, como: produção de microalgas desovas
induzidas, limpeza de materiais, manejos gerais em reprodutores submetidos ao
condicionamento e maturação, larvicultura e assentamento, manejo de experimentos,
entre outros. Aparece destaque também para tecnologias de produção, volumes de
produção, características e dificuldades de cada setor e espécies.

Palavras-chave: moluscos, larvicultura, microalgas, maturação, produção, técnicas de
cultivo.



                                  APRESENTAÇÃO


As atividades apresentadas referem-se às desenvolvidas por dois bolsistas, em sequência
sendo as atividades do Khauê mais concentradas em larviculturas e assentamento e as
da Mariane em produção de microalgas e alimentação de larvas e sementes

Atividades estão descritas de forma resumida para não aumentar o tamanho do arquivo.
Atividades mais completas do LMM que foram auxiliadas pela atuação dos bolsistas
podem ser vistas em links do laboratório abaixo:

http://www.lmm.ufsc.br

http://www.lmm.ufsc.br/download.php?file=470

http://projetos.lmm.ufsc.br/index.php
LISTA DE FIGURAS

Figura 1 – Exemplar de N. nodosus recoberto por fouling
                                                                      7
Figura 2 – Ostra nativa, C brasiliana, sendo submetida à desova.
                                                                     10

Figura 3 – Tanques para assentamento de C. gigas.
                                                                     14
Figura 4 - Cultivo em Sacos plásticos de 100L
                                                                     15
Figura 5 – Tanques de fibra de vidro
                                                                     15




LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Safra de sementes 2008/2009 (LMM), de Crassotrea gigas.
                                                                     12
Tabela1. Composição do meio de cultura Guillard f/2 modificado
tilizado em pequenos volumes.                                        16

Tabela 3. Composição dos nutrientes utilizados no cultivo massivo.
                                                                     17
SUMÁRIO


1 - INTRODUÇÃO...........................................................................................................4

2 - ATIVIDADES DESENVOLVIDAS...........................................................................5

       2.1 - LIMPEZA DE MATERIAIS...........................................................................6

       2.2 - LIMPEZA DE REPRODUTORES.................................................................7

       2.3 - CONDICIONAMENTO E MATURAÇÃO...................................................8

       2.4 - DESOVAS...................................................................................................... 9

       2.6 – LARVICULTURA.......................................................................................11

       2.5 - ASSENTAMENTO.......................................................................................12

     2.6 – Cultivo Microalgas no LMM...................................................................... 14
..                                                                                                           .
3 – TRABALHO APRESENTADO...............................................................................18

4 – CONSIDERAÇÕES FINAIS....................................................................................19

5 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..................................................................... 20
                                                                                    4

1 - INTRODUÇÃO

      Este relatório aborda atividades realizadas no projeto “Implementação da
produção de larvas e sementes de moluscos bivalves”, bem como outras práticas em
paralelo com o Laboratório de Moluscos Marinhos (LMM), localizado na Barra da
Lagoa, Florianópolis, SC.
      Segundo Poli (2004), a ostra, que até a década de 70, era somente fruto do
extrativismo, tornou-se objeto de pesquisa e produção. É provável que esse
desenvolvimento se deu a partir de interesses particulares, mas junto de experiências
estrangeiras divulgadas e resultados dos estudos nacionais, muitos pesquisadores viram
neste molusco uma alternativa para a pesca artesanal e também diminuição da
explotação.
      No entanto, o cultivo de moluscos só passou a ser considerado como atividade
econômica no Brasil a partir de 1990, com as atividades artesanais em Santa Catarina.
São principalmente produzidas as ostras Crassostrea gigas e mexilhões Perna perna
(FERREIRA; NETO, 2006).
      Em 1974 com a introdução da ostra japonesa (C. gigas), impulsiona-se o
desenvolvimento da ostreicultura, favorecido pelas qualidades da espécie, como; rápido
crescimento, facilidade de adaptação, bom rendimento de carne além do amplo
conhecimento biológico mundialmente disponível (AKABOSHI, et al.,1983).
      Existem três formas básicas para obtenção de sementes destes moluscos: produção
em laboratório, coletores de sementes e extração monitorada a partir de estoques
naturais (Bayne et al., 1964).
      Desde 1990, o LMM, através de seu trabalho pioneiro no país, vem garantindo a
sustentabilidade da atividade com produções sempre crescentes de sementes de ostras,
de modo a acompanhar a demanda, também, crescente por elas. Junto a isto, todo os
outros setores do laboratório (produção de microalgas, larvicultura e assentamento),
receberam investimentos com o objetivo de aumentar a sua produtividade para que a
ostreicultura no estado de Santa Catarina pudesse continuar a crescer com segurança,
sem o temor de um desabastecimento de sementes, seu principal insumo. Para que se
tenha uma idéia deste aumento de produtividade, o LMM passou de uma capacidade de
entrega mensal de 400 mil sementes, em 1997, para mais de 4,3 milhões em 2003.
(www.lmm.ufsc.br)
                                                                                       5

      Em Santa Catarina e em todo país existe apenas um laboratório para produção de
sementes, este é primordial para que se mantenha o então cultivo de uma espécie
exótica como a ostra japonêsa (C. gigas). Deste modo, o LMM é dividido em diversos
setores como: setores de campo em Porto Belo e Sambaqui, Maturação e
condicionamento de reprodutores, larvicultura, assentamento, produção e microalgas.
Dessa organização, saem projetos, novas técnicas, produção de sementes e moluscos
adultos. É daí que vêm sementes para toda a grande Florianópolis e outras regiões,
sendo prova da aproximação da Universidade com as comunidades locais, produtores e
empresas. É o único laboratório que fornece sementes de ostra com regularidade no país
e com ótima qualidade.
      A intensa atividade do laboratório fez com que a comercialização de ostras,
através de suas sementes produzidas, aumentasse muito desde o início da produção
apresentando evoluções na comercialização de ostras e mexilhões. No entanto, podemos
perceber problemas que apareceram juntos com este benefício. Segundo a EPAGRI,
esse retrocesso e incertezas vieram com: as ocorrências de fenômenos ambientais
adversos que afetaram significativamente a produção; a fragilidade da estrutura
organizacional da classe, além da complexidade dos aparatos normatizadores e
fiscalizadores que regulam e disciplinam a produção, o beneficiamento e a
comercialização.
      A produção em laboratório apresenta uma série de vantagens: sementes durante
todo o ano, trabalho de melhoramento genético e captação natural quando possível no
caso desta ser inviável. Neste modelo de produção, a etapa de larvicultura é considerada
crítica uma vez que podem ocorrer grandes mortalidades (RUPP & BEM, 2004).
      As atividades desenvolvidas neste período de estágio, bem como nos anteriores,
contribuíram muito para o conhecimento de técnicas e práticas rotineiras de um
laboratório, tendo em vista a experiência adquirida, pude ajudar em pesquisas e rotinas
diversificando e aprimorando o processo de aprendizagem.


2 - ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E ESPÉCIES TRABALHADAS


      De maneira geral, diversas atividades foram realizadas neste período de estágio, as
quais pode-se citar:
            Limpeza e desinfecção de tanques e estruturas diversas do laboratório;
            Produção de microalgas para alimentação de larvas e sementes;
                                                                                       6


            Manejo de reprodutores em processo de maturação e condicionamento;
            Desovas;
            Manejos na larvicultura e assentamento;
            Preparação, manutenção de coletores de vieiras (Nodipecten nodosus)
             antes e durante as fases de assentamento;
            Anotações e medições (biometrias);
            Participações em pesquisas e experimentos.
            Apoio ao desenvolvimento de TCCs, Mestrado e Doutorado
     As espécies de moluscos bivalves trabalhados no momento no LMM, entre ostras
mexilhões, vieiras e moluscos de areia, são: Crassostrea gigas, C. rizophorae, C.
brasiliana, Perna perna, Nodipecten nodosus, Cyrtopleura costata, Anomalocardia
brasiliana e Pteria hirundo.
     Destas, apenas as Ostra do Pacifico, os Mexilhões e as Vieiras apresentam
produção comercial, já os restantes estão apenas em fase de experimentos. Muito se
deve a suas respectivas características biológicas, adaptação ao cultivo e interesse
comercial.
     A estas características biológicas podemos citar preferências e facilidades de
adaptações à temperaturas, densidades, alimentação, resistência a doenças, entre outras.


2.1 - LIMPEZA DE MATERIAIS


     A limpeza em qualquer ambiente de trabalho é extremamente importante e, no
LMM, não é diferente. São utilizados pés de lúvio na entrada de cada setor, estes
preparados normalmente com água doce e água sanitária com a concentração de 2% de
cloro. A esterilização de mesas, bacias, peneiras e outros objetos menores também é
feita com cloro ou álcool.
     Essa higiene e cuidado tornam-se ainda maiores nos setores de larvicultura e
microalgas, já que estas são ainda mais suscetíveis à contaminação que as ostras adultas
e sementes. Devemos ainda citar que toda água vinda do mar é esterilizada com raios
ultravioleta. Todos estes procedimentos de higiene se repetem e ficam ainda mais
cautelosos em momentos de desovas, onde microorganismos indesejáveis, por exemplo,
podem afetar a qualidade dos gametas.
                                                                                       7

     Todas as estruturas de cultivo como tanques, calhas e até mesmo outras menores
utilizadas em experimentos devem ser desinfectadas com cloro ou um solução de limão,
normalmente utiliza-se o limão por não ser tóxico, facilita a remoção e não oferece tanto
perigo aos animais. Esta solução é preparada com uma determinada quantidade de
limões de acordo com o tamanho da estrutura (Ex: tanque 2000 L, 1 limão), são batidos
em um liquidificador com água, peneirados em balde próprio do setor e adicionado mais
água diluindo a solução.


2 .2 - LIMPEZA DE REPRODUTORES


     Os locais onde a atividade de organismos prejudiciais aos moluscos é muito
grande devem ser evitados. Sua presença limita e às vezes torna impossível o cultivo
(POLI, 2004). Por motivos como estes, a limpeza de reprodutores trazidos ao
laboratório da Barra da Lagoa, seja diretamente para a desova ou processo de
condicionamento e maturação, é de extrema importância, para que estes cresçam
conforme a previsão ou desovem sem maiores problemas.
     A limpeza é feita individualmente com auxilio de facas e cutelos, raspando a parte
externa da concha e retirando todas as incrustações e organismos que ali se
desenvolvem. Dessa maneira, este fouling (Figura 1) não intervem em atividades que
poderão ser realizadas a seguir como desovas, onde a presença de qualquer organismo
pode afetar a qualidade dos gametas, assim como, a integridade física do animal
também é preservada.




               Figura 1 – Exemplar de N. nodosus recoberto por fouling.
                                                                                     8

2.3 – CONDICIONAMENTO E MATURAÇÃO DE REPRODUTORES


      Santa Catarina, que é o maior produtor de moluscos bivalves do país, necessita de
uma tecnologia para manter sua produção escalonada e com qualidade durante todo o
ano. Seria um problema para diversos estabelecimentos dependentes desse produto, se a
ostra só pudesse ser produzida em determinadas épocas do ano, sabendo-se que estes
animais possuem apenas um pico de desova por ano, é de grande importância este
condicionamento e posterior maturação dos indivíduos para que a produção não fique
limitada.


      Para evitar problemas como esse, e manter uma produção comercial regular, o
LMM utiliza duas técnicas de condicionamento (Figura 2): maturação do zero
(indivíduos que são submetidos à desova total e indução de condicionamento e
maturação, de forma programada) e, estoque de gametas (reprodutores com gametas são
mantidos como garantia, em estado de baixa temperatura e alimento limitado para
maturação quando necessário).


      Uma das técnicas de condicionamento, a maturação do zero, os reprodutores
chegam do campo, são limpos e submetidos à desova para eliminação total dos gametas.
Logo após, eles são colocados em uma sala com baixas temperaturas (Figura 6),
variando entre 13 e 18ºC nos tanques. A armazenagem energética provém da
alimentação em um fluxo de 500 a 800 mL. min-¹dependendo da concentração e as
algas utilizadas no momento são: pavlova sp. e chaetoceros muelleri. O objetivo desta
técnica é a estimulação da glicogênese e logo após a gametogênese. Usa-se uma medida
chamada de graus-dias para indicar o tempo previsto até a condição de desova, esta
medida é dada pelo tempo (em dias) que levou e a variação da temperatura durante este
período. As desovas com estes reprodutores acontecem normalmente do mês de
fevereiro ao mês de junho. Quando começa a se aproximar desta desova o animal é
submetido à aguas com temperaturas subindo 1° C a cada três dias, até chegar em 23°C
e se manter por mais quinze dias e assim ser levado novamente à desova.


      Com o objetivo de maturar, manter e aumentar a quantidade de gametas usa-se a
técnica denominada de estoque de gametas, onde reprodutores analisados durante a
primavera, dando ênfase a idade do lote, percentual de fêmeas além da quantidade e
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qualidade dos gametas, são estocados em condições de baixa temperatura (17 - 20°C no
início e 23°C no fim), evitando a desova. Usa-se um fluxo de água de 1 L.min-¹ e fluxo
de alimento de 500 a 800 mL.min-¹ dependendo da concentração.


      Muitas pequenas atividades eram realizadas cotidianamente como: cuidar da
turbidez da água para as ostras ( pouco turva) e para as vieiras (transparente a levemente
turva); mantendo o fluxo de água e alimento adequado; controlando a temperatura e
anotando-as na tabela de monitoramento diário; fazendo sifonamento das calhas
(somente com ostras, vieiras devem ser o menos pertubadas e manejadas possível); e
fazendo a limpeza do tanque de alimento a cada dois dias com suco de limão ( limão
cortados em pequenos pedaços, misturados com pouca água dentro do liquidificador,
batido, peneirado e adicionado água para dissolução), nos dias sem a limpeza com limão
deve-se passar apenas água doce no tanque, além de drenar os canos de alimento todos
os dias e passar água doce três vezes por semana.


 2.4 - DESOVAS


      Os moluscos se reproduzem de forma sexuada e sua fecundação é externa, a
primeira clivagem ocorre cerca de meia hora após a fecundação e uma larva trocófora
esta formada cerca de 6 horas depois (ARAÚJO et all., 1993). Esses gametas podem ser
obtidos normalmente por induções à desova ou, por uma técnica denominada “strip”, no
caso das ostras.
      Na desova por “strip”, realizado normalmente em ostras, os machos e fêmeas são
separados em diferentes recipientes e os gametas são removidos raspando levemente a
gônada através de um bisturi e liberados no próprio recipiente para posterior
fecundação. Naturalmente, depois deste procedimento o animal não será mais utilizado
e poderá ser descartado. Vale ressaltar que os materiais utilizados em todo processo
devem ser individuais e/ou desinfectados após seu uso em determinado animal para que
não ocorra mistura de material reprodutivo.
      Já na desova por indução (Figura 2), aplicada às demais espécies que passam por
esse processo no LMM, os moluscos são submetidos ao aumento gradual da
temperatura da água, esta pode ser diferente de acordo com cada espécie. Os bivalves
podem ser colocados em calhas ou até mesmo em béquers separados individualmente
(caso das vieiras, N. nodosus). O uso de choques químicos também acontece,
                                                                                     10

adicionando esperma na água, choques mecânicos aumentando o stress e, choques
físicos utilizando água esterilizada por radiação ultravioleta. Assim como na desova por
strip, machos e fêmeas devem ser separados em diferentes recipientes para posterior
fecundação. No caso de vieiras, deve-se marcar em qual sexo o animal desovou
(ovócitos ou espermatozóides) e troca-la rapidamente de béquer despejando estes
gametas em um recipiente maior, assim, não haverá auto-fecundação, o que seria
indesejável.
     A limpeza e o cuidado com todo esse procedimento devem ser ressaltados, onde
todos os objetos são extremamente higienizados com água doce, cloro a 150 ppm e água
salgada esterilizada com U.V. e as pessoas envolvidas sempre com as mãos limpas e
utensílios adequados à situação.
     Novas espécies estão obtendo resultados satisfatórios em desovas. É o caso da
Ptéria hirundo, também conhecida como ostra perlífera, onde novas técnicas estão sendo
estudadas e já conseguimos observar algumas desovas com sucesso. Diferente de
espécies como a Cyrtopleura costata, a asa-de-anjo, que não conseguiu se desenvolver
em condições laboratoriais. Em um dos casos desovou logo ao chegar no laboratório, de
maneira que inviabilizou uma larvicultura desta espécie, em outras situações conseguiu-
se induzi-la a desova, no entanto, em fazes subseqüentes, como o assentamento, não se
obteve êxito.
     Através de cada lote gerado em uma desova que mais tarde é entregue aos
produtores, o LMM faz um trabalho de rastreabilidade acompanhando o rendimento de
suas sementes.




               Figura 2 – Ostra nativa, C brasiliana, sendo submetida à desova.
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2.5 – LARVICULTURA


     Na larvicultura alguns pontos que já são importantes em outros setores tornan-se
cruciais para seu funcionamento ótimo. Pode-se citar: higiene geral, equipamentos
adequados, tratamento da água salgada, alimento controlado, parâmetros físicos
controlados, gametas de boa qualidade, entre outros.
     A assepsia é fundamental dentro deste setor, desde as pessoas que ali estão
trabalhando, sempre com as mãos lavadas e vestimenta adequada; até equipamentos
como mesas, peneiras, conexões, pipetas, etc. Sendo que deve-se lava-los com água
doce, mergulhar no cloro (200ppm), remover com água doce e enxaguar com água
salgada tratada com U.V.. Esta água é identificada como sistema “vermelho”, que tem
por características ser isolado termicamente, esterilizado e aquecido pela caldeira ou
placas de captação de energia solar.
     O alimento, como em diversos segmentos dos empreendimentos de aquicultura, é
uma parte bastante cara. Usa-se o alimento vivo diariamente, sendo utilizadas as
seguintes microalgas: Isochrysis galbana, Chaetoceros calcitrans, Chaetoceros muelleri
e Pavlova sp. Estas algas são produzidas no próprio laboratório, apresentando desde
cepário até setor massivo.
     De acordo com fichas utilizadas, pode-se perceber as alguns parâmetros utilizados
na larvicultura e suas variações. Nesta safra 2008/2009 as temperaturas variaram entre
16 e 26°C, salinidade de 35 ppm, peneiras de 18 a 240 micrômetros (variando de acordo
com o tempo de cultivo).
     A origem dos gametas é outro fator fundamental para o sucesso e normalidade da
larvicultura, como já citado, os reprodutores devem ser cuidadosamente limpos e estar
em processo final de gametogênese. Os estágios subseqüentes em ostras C. gigas são:
ovo, embrião, larva “D”, véliger, pedivéliger e semente.
     Todos estes parâmetros devem estar trabalhando em harmonia para que problemas
como mortalidade e perda daquela produção não aconteçam. No entanto, ocorreu em
algumas das famílias obtidas nesta safra (Tabela 1), tendo-se como maior suspeito deste
problemas, a contaminação bacteriana, principalmente vibrioses. Sendo que em
situações normais, aproveita-se de 50 a 80% dos oócitos para formação de larva “D” e
com a densidade diminuindo de acordo com o crescimento da larva (cerca de 2,3
larvas/ml – larvas olhadas com 12 dias), este aproveitamento cai para 20-30%. Pode-se
                                                                                                               12

perceber resultados opostos a estes números conforme a tabela mostra, desde oócitos até
serem levadas ao processo de assentamento.
        Nesta safra foram utilizados tanques de 20000L e 6000L, peneiras entre 18 – 240
micrômetros, trocas de água a cada 24 ou 48 horas e geradas as linhagens desde LG 153
até LG 165 com algumas mortalidades, as quais poderão ser melhor observadas na
tabela 1.
        Pude ajudar em atividades diárias como: esvaziar e encher os tanques para
transferência de larvas, peneiramento com diferentes malhas observando crescimento,
limpeza dos tanques e equipamentos auxiliares, registro de dados e alimentação.


Tabela 1 – Safra de sementes 2008/2009 (LMM), de Crassotrea gigas.
                               N° de       Nº de     Rendimento   Assentamento    Rendimento       Origem
  Desova      Cruzamento      Oócitos    Larva "D"    Larva "D"     (milhões)    Assentamento    Reprodutores
                             (milhões)   (milhões)       (%)                         (%)
 21/10/2008   LG 134 x 137    170,9        108,9         64          morte            -            Direto do
  LG 153                                                                                            campo
 4/11/2008    LG 138 x 124    443,5        92,8          21           15,7           17                -
  LG 154      LG 116 x 134
 13/11/2008   LG 139 x 146    615,1        82,6          13           20,5           25           Estoque de
  LG 155                                                                                           gametas
 13/1/2009    LG 141 x 143     285         105           37           0,55            1                -
  LG 156
 26/1/2009    LG 140 x 142    374,4        51,2          14           4,02            8           Estoque de
  LG 157         x134                                                                              gametas
  2/2/2009    LG 133 x 136    308,5        21,5          7           morte            -          Maturação do
  LG 158         x 140                                                                               zero
 10/2/2009    LG 134 x 124     705         58,9          8            6,2            11         E. de gametas +
  LG 159         x 138                                                                           Direto campo
 10/3/2009    LG 141 x 147    700,6        14,1          15           11,7           11           Estoque de
  LG 160                                   93,4                                                    gametas
  8/4/2009    LG 146 x 148     90,9        75,5          83           0,92            1           Estoque de
  LG 161                                                                                           gametas
  8/4/2009    LG 145 x 147     99,9        27,8          28          morte            -           Estoque de
  LG 162                                                                                           gametas
 23/4/2009    LG 146 x 148     98,9        31,1          31           1,7             5         E. de gametas +
  LG 163      LG 147 x 141                                                                       Mat. Do zero
 29/4/2009    LG 145 x 147     439         150           34          morte            -          Maturação do
  LG 164      LG 146 x 148                                                                          Zero
 11/5/2009    LG 146 x 133     914       s/ dados     s/ dados        3,5          s/ dados       Estoque de
  LG 165                                                                                           gametas



2.6 - ASSENTAMENTO


        Segundo Poli (2004), após o período de 15 a 20 dias em suspensão na coluna
d’água (fase planctônica), a larva é chamada de Véliger ou Larva D, ao final deste
período, as larvas sofrem modificações morfológicas, com a formação de uma mancha
ocular e de um pé, sendo então chamadas de pedivéliger. Nesta fase, as larvas passam a
                                                                                      13

procurar um substrato ideal e assim que o encontram sofrem uma metamorfose, e
passam a ser sementes ou juvenis.
     Situações parecidas com o ambiente natural são criadas em laboratório para
passagem desta fase do bivalve. O trabalho é realizado diariamente com o manejo de
coletores que ficam totalmente submersos nos tanques (figura 5). Esses coletores são
feitos de material netlon, enrolados, e normalmente é feita a colocação de pinus no
interior deste, o que aumenta a fixação das larvas, segundo alguns trabalhos realizados.
A troca de água é feita diariamente assim como a mudança na posição dos coletores
para garantir que a fixação das larvas seja feita de forma homogênea por todo o coletor.
     Outra técnica muito usada é a utilização de substancias estimuladoras, como a
epinefrina. A atuação dessa substância leva as larvas de ostras diretamente à
metamorfose, pulando a etapa de fixação, dispensando o uso de coletores como
substrato (SILVEIRA JUNIOR, 2009). É necessário que os tanques (Figura 3) estejam
com água do mar a aproximadamente 24 °C, sendo que a aeração através da
recirculação da água possibilitando que as sementes se espalhem no fundo pela malha
existente nos cilindros. Deve-se trocar a água dos tanques diariamente, lavar as telas
com jatos de água do mar tratada e alimentar uma ou duas vezes por dia com Isochrysis
galbana e Chaetoceros muelleri.


     As ostras nativas da espécie Crassostrea brasiliana não se adaptaram à utilização
de substâncias estimulantes na fase de assentamento, e experimentos mostraram que a
utilização de pó de concha como substrato para esta ostra seria uma ótima alternativa.
Este pó vem da casca de ostras já mortas no laboratório. São trituradas através de um
pilão e peneiradas por quatro peneiras, sendo que o pó desejado estaria entre 230 e 390
micrômetros. A granulometria é muito importante para o sucesso do processo, já que o
tamanho da larva neste período é de aproximadamente 240 micrômetros e, assim,
apenas uma larva poderia se aderir ao grão, não formando ostras sobrepostas ou
deformadas.
     Ainda para este processo, houve a trituração de folha de pinus, visando a maior
aderência que ela pode trazer. Neste caso, em quantidade muito menor que o pó das
conchas. A folha foi coletada nos arredores do próprio laboratório e passou pelo mesmo
processo de trituração com o pilão. Porém, percebendo uma maior facilidade destas
folhas trituradas em passar pela peneira de 390 micrômetros, e vendo que elas ainda
possuíam um tamanho longitudinal acima do ideal, optamos por utilizar apenas os grãos
                                                                                    14

abaixo de 230 micrômetros. Lembrando que os grãos de conchas e de pinus que ficavam
acima da granulometria desejada voltavam para o pilão e eram triturados até atingirem o
tamanho ideal.
     Após a fase de assentamento, os moluscos já podem ser enviados para os
produtores como sementes.




                   Figura 3 – Tanques para assentamento de C. gigas.



2.6 - Cultivo Microalgas no LMM

        No LMM são produzidas em grande escala as seguintes espécies de
microalgas Chaetoceros muelleri (Cm), Chaetoceros calcitrans (Cc) Skeletonema
costatum ( Sk), Isochrysis galbana (Iso) , Pavlova lutheri (Pav), servindo de alimento
direto para moluscos bivalves (ostras, vieiras, berbigões e mexilhões) produzidos no
LMM.

Métodos de cultivo:
        A produção massiva de microalgas no LMM é do tipo estanque, nessa
modalidade as células de microalgas são inoculadas no meio de cultura fresco e
nenhum outro componente é adicionado ao longo do desenvolvimento do cultivo.
        No ápice da safra são produzidas 30 toneladas de microalgas por dia,
utilizando-se estruturas de diversos volumes para o cultivo como bolsas plásticas de
100L e tanques de fibra de vidro com volumes de 500L, 4.000L. Como são mostrados
nas figuras 4 e 5. Além desses que ficam dentro do laboratório em ambiente
climatizado, também usamos tanques de fibra de vidros de 10000L que ficam situados
fora do laboratório em ambiente natural.
                                                                                        15

Condições de cultivo:
        O crescimento de uma população de microalgas responde a interação mútua
de vários fatores como: Iluminação, temperatura, aeração, salinidade, pH, CO2,
nutrientes e qualidade da água.
        A iluminação é fornecida através de lâmpadas fluorescentes tipo luz do dia ou
lâmpadas de vapor metálico, com intensidade variando entre 3000 e 5000 lux, durante
24 horas.




Figura 4 - Cultivo em Sacos plásticos de 100L.   Figura 5 – Tanques de fibra de vidro

       A temperatura ótima para crescimento de microalgas é de 17 a 22C, embora
isto possa variar com a composição do meio de cultura e as espécies cultivadas. Nos
ambientes de cultivo do LMM a temperatura é mantida em aproximadamente 20C.
Para se obter a temperatura ideal de cultivo (20C), o ambiente é climatizado e a água
é aquecida ou resfriada de acordo com a necessidade.
          Homogeneizar os cultivos é necessário para manter as algas em suspensão,
distribuir os nutrientes no meio e fazer com que todas as células recebam luz como
mostra a figura 4. Para que isso aconteça o fornecimento de ar é constante nos
volumes de 2L a 10.000L. O ar dos cultivos da sala de cepas passa por filtros de 1 e
0.2  e o da sala de massivo por um filtro de 1.
        A faixa de pH ótima para o cultivo de microalgas fica entre de 7,5 a 8,5. Para
manter essa faixa de pH o CO2 é acoplado ao sistema de aeração continuamente.
        A salinidade nos cultivos do LMM, em recipientes de até 3L é de 28, enquanto
que nos cultivos com volumes superiores é a da água marinha ou seja de 35.
        A água que abastece o setor de microalgas do LMM passa por um filtro de 1 e
é esterilizada por radiação ultravioleta (UV). A água utilizada na composição dos
meios de cultura é esterilizada com autoclave a uma temperatura de 121 a 123°C com
um ciclo de 30 minutos.

Meios de cultura:
         Para manter grandes concentrações de algas nos cultivos é necessária a
adição de sais inorgânicos a estes cultivos. Soluções concentradas de nutrientes são
diluídas proporcionalmente na água do mar para a preparação do meio de cultura. Na
literatura existem várias fórmulas de meio de cultura, no LMM utiliza-se os nutrientes
de acordo com o meio de cultura Guillard f/2 modificado. A composição das soluções
de nutrientes estão descritas nas tabela 2 e 3.
                                                                                   16



Higienização e Assepsia:

        Para um bom desempenho do cultivo, no ambiente onde é realizado, acontece
rotineiras práticas de desinfecção a fim de mantê-lo o mais limpo o possível, evitando
a contaminação por microorganismos indesejáveis.
        Além do ambiente, toda e qualquer material utilizado, vidrarias, copos de
becker, pipetas usadas no laboratório devem ser higienizados. Existe um protocolo a
ser seguido na lavagem desses materiais para manter um nível bom de
descontaminação. Os Erlenmeyers devem ser enxaguados com água doce,
higienizados com solução de ácido clorídrico, em concentração de 20%, logo depois
enxaguados com água normal e uma vez com água destilada, colocado para secar em
temperatura ambiente. Pipetas, aeradores e tubos de ensaio devem ser mantidos de
molho no ácido clorídrico, concentração de 20% e copo de becker e provetas mantidas
no cloro 100 ppm.
        Para fazer os inóculos também existe um protocolo a seguir, o ambiente deve
ser mantido asséptico, um pano molhado com cloro deve ser passado no chão da sala
de cepas, a câmara de fluxo laminar onde acontecerão as repicagens deve ser toda
higienizada com álcool. O uso de luvas de látex, jaleco e máscara são indispensáveis
para o procedimento, os meios de culturas que serão inoculados e as culturas de
microalgas que serão repicadas devem ficar expostas a luz ultravioleta por 10 minutos
dentro da câmara de fluxo. Após este procedimento a repicagem é feita com todo
cuidado, flambagem na hora de passar a cultura para o meio a ser inoculado.
        Rolhas e aeradores que serão utilizados nesse processo são empacotados
com papel kraft e esterilizados junto com os meios de cultura na autoclave e
armazenados juntos num armário sob luz ultravioleta 24h, prontos para uso em
ambiente asséptico.

         Tabela2. Composição do meio de cultura Guillard f/2 modificado
                       tilizado em pequenos volumes.



                              Composição Guillard f/2
                                     modificado
                              Volume total 7.000 mL
                        5600 mL       Água do mar
                        1400 ml       Água destilada
                        3,75 mL       Nitrato
                        3,75 mL       Fosfato
                        35 mL         TRIS
                        10,5 mL       Sílica*
                              * Utilizado somente para
                                    Diatomáceas.
                                                                                      17

      Tabela 3. Composição dos nutrientes utilizados no cultivo massivo.

                         Volume de 10L de água Destilada
                            Nitrato                   Fosfato
              Nitrato               3000 g     Fosfato      200 g
                                               Vitamina
              EDTA                  202 g      B1           4g
              Cloreto Férrico       147,48 g   B12          20 ml
              Metais Traços         40 ml      Biotina      20 ml

Uso das culturas:

        Para se utilizar as culturas é preciso contabilizar a densidade celular algal com
auxílio de uma câmara de contagem de neubauer. O procedimento de contagem está
esquematizado na figura 7 abaixo:
        Assim pode-se retirar o volume desejado, contendo a quantidade adequada
para o fornecimento de alimento direto aos moluscos bivalves.
        A produção de microalgas é uma fase muito importante dentro do processo de
cultivo de moluscos. Neste processo não pode haver falhas, podendo alguma
contaminação ou outro fator interferir no crescimento das algas, o que vai provocar a
falta de alimentos para as larvas de moluscos, as quais dependem muito desta fonte.
Desta forma uma série de precauções devem ser tomadas para que haja um
crescimento uniforme e continuo das algas
                                                                                                                      18

3 – TRABALHO APRESENTADO EM CONGRESSO


Além de diversos trabalhos em congressos científicos e artigos publicados e
encamihados para publicação (ver curriculum Jaime F Ferreira =                                  ), especificamente
com participação de um dos alunos:


Condicionamento prolongado de reprodutores de Crassostrea gigas em laboratório

      Patrick Rafael Dybas1, 3, Carlos Henrique Araújo de Miranda Gomes2, 3, Francisco Carlos da Silva3,
                      Khauê Silva Vieira1, 3, Yole Buchala1, 3, Jaime Fernando Ferreira3
  1
   Curso de Graduação em Engenharia de Aqüicultura - AQI - CCA - UFSC; Beco dos Coroas s/n, Barra da Lagoa; 88061-600 -
                                     Florianópolis - SC; <patrickdybas@hotmail.com>
                              2
                                Curso de Pós-Graduação em Aqüicultura - AQI - CCA - UFSC
                                        3
                                          Laboratório de Moluscos Marinhos - UFSC




      Conditioning prolonged broodstocks of Crassostrea
                    gigas in the laboratory
A demanda por sementes de ostras do pacífico pelos produtores de Santa Catarina em diferentes épocas do
ano, fez com que o Laboratório de Moluscos Marinhos (LMM-UFSC) depositasse esforços em desenvolver
técnicas que garantissem a produção de sementes independente da disponibilidade de reprodutores do
ambiente natural, já que estas possuem comportamento reprodutivo sazonal. O estoque de gametas é uma
das técnicas que consiste na manutenção de reprodutores sob condições controladas de laboratório,
previamente selecionados de acordo com o grau de desenvolvimento do tecido gonádico. O tempo de
estocagem pode influenciar na quantidade e qualidade dos gametas e, conseqüentemente, no sucesso das
desovas. Foram acompanhados os resultados de seis desovas que ocorreram de novembro de 2007 a abril de
2008. Para avaliar a viabilidade dos reprodutores estocados utilizou-se o número de oócitos por fêmea e o
percentual de oócitos que atingiram o estágio de larva “D”. As ostras do estoque de gameta foram mantidas
em tanques de fibra retangulares de 500 litros, com renovação de água contínua de um litro por minuto,
aeração e alimentação constante de Chaetoceros mulleri na faixa de concentração entre 15.000.000 e 30.000.000
cels.mL-1. A temperatura média da água dos tanques foi de 16,3 ±1,4 °C. O número de oócitos foi contado
logo após o strip, método utilizado nas desovas que consiste na raspagem do tecido gonádico e posterior
fertilização. A taxa de fecundação foi avaliada 24 horas após a desova baseada no número de larvas véliger
obtidas. Independente do tempo de estocagem todos os lotes apresentaram grande quantidade de oócito por
fêmea (>14,7 milhões) sendo que a taxa de fertilização teve uma correlação linear negativa (P<0,05) em
relação ao tempo de estocagem. A estocagem de reprodutores em laboratório demonstrou ser viável, pois
apesar da diminuição da taxa de fecundação as quantidades de gametas obtidos proporcionaram larviculturas
com bom desenvolvimento até o assentamento. Para melhor avaliação da técnica de estoque de gameta faz-se
necessário à padronização dos reprodutores de mesma idade, na mesma faixa de tamanho e peso.
Palavras-chave: bivalve, desova, estoque de gametas, ostra do pacífico.
Keywords: bivalve, spawning, stock of gametes, pacific oysters.

Apoio financeiro: CT-HIDRO/CT-AGRO/MCT/SEAP-PR/FINEP, CNPq.
                                                                                 19



4 – CONSIDERAÇAÕES FINAIS


     Mais uma vez deve-se citar a importância do laboratório a frente de pesquisas e
desenvolvimento e junto das comunidades e empresas, o que aproxima cada vezes mais
os estudantes da realidade. Além de conter uma parte técnica extremamente eficiente,
produzindo sementes em todas as épocas do ano e com qualidade. No entanto, algumas
atividades poderiam ser melhor descritas aos estagiários para assimilação deste
conhecimento e posterior cobrança.


     Percebeu-se também que algumas atividades aparentemente secundárias e
cotidianas são de extrema importância para o bom funcionamento do LMM. E que não
só os conhecimentos práticos e até mesmo teóricos adquiridos la são os únicos pontos
positivos dessa experiência, mas também o contato com professores, técnicos,
funcionários e outros estudantes da própria graduação ou pós-graduação.
                                                                                    20




6 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ARAÚJO, C.M.M; FERREIRA, J.F. & MAGALHÃES, A.R.M. Respostas do mexilhao
Perna perna (Linnaeus, 1758) (Mollusca: Bivalvia), proveniente de sistema de cultivo,
à indução de eliminaçao de gametas através do método de “castigo”. Resumos do XIII
encontro Brasileiro de Malacologia, p. 70, 1993.

BAYNE, B. (1964). Primary and secondary settlement in Mytilus edulis L. (Mollusca).
Journal of Animal Ecology, 33: 513 – 523.

DYBAS, Patrick Rafael. Condicionamento prolongado de reprodutores de
Crassostrea gigas em laboratório. In: AQUACIÊNCIA, 3., 2008, Maringá: 2008.

FERREIRA, J.F. & NETO, F.M.O. Cultivo de moluscos em Santa Catarina.
Florianópolis; 2006.

FERREIRA, J. Aulas expositivas. In: UFSC. Larvicultura. Florianópolis, 2009 CD-
ROM.

LMM. LMM - Laboratório de moluscos marinhos. Disponível em:
<http://www.lmm.ufsc.br>. Acesso em: 19 jun. 2009.

OLIVEIRA NETO, Francisco Manuel de. Mexilhões, Ostras e Vieiras. Disponível em:
<http://www.epagri.rct-sc.br>. Acesso em: 20 jun. 2009.

POLI, Carlos Rogério. Cultivo de ostras do Pacifíco (Crassostre gigas, 1852). In: POLI,
Carlos Rogério. Aquicultura experiências brasileiras. Florianópolis: Multitarefa
Editora Ltda., 2004. p. 251-266.

RUPP, Guilherme Sabino; BEM, Micheline Mendes de. Cultivo de Vieira. In: POLI,
Carlos Rogério et al. Aquicultura Experiências Brasileiras. Florianópolis: Multitarefa
Editora Ltda, 2004. p. 289-308.

SARKIS, Samia. FAO Fisheries Technical paper, 492, Installation and operation of
a modular bivalve hatchery. Roma: Fao Inland Water Resources And Aquaculture
Service Food And Agriculture Organization Of The United Nations Rome, 2007 Fao
Fisheries Technical Paper 492, 2007.

SILVEIRA JUNIOR, Nelson. Sucesso nas Primeiras Experiências de Assentamento
Remoto de Larvas de Mexilhão. Disponível em:
<http://www.fazendamarinha.com.br>. Acesso em: 20 jun. 2009.
21

				
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