DINMICA DA POPULAO DE Listeria monocytogenes NO .rtf by suchufp

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									                CULTIVO IN VITRO DA BROMÉLIA Neoregelia sp.

           ZEPKA, Ana Paula dos Santos1; LARRÉ, Cristina Ferreira2.

                               1,2
                                 Deptº de Botânica – IB/UFPel
         Campus Universitário – Caixa Postal 354 – CEP 96010-900. ana-z@bol.com.br


                                     1. INTRODUÇÃO

      As bromélias são plantas que impressionam por suas formas exóticas e pela
ampla gama de cores e variedade de suas flores e folhas. Elas representam a
perfeita tradução do estilo tropical e deixam para trás o conceito de que a flor deve
ter pétalas coloridas, aveludadas e delicadas para ser bela. Devido à atração que
exercem pela forma escultural, as bromélias ganham, cada vez mais, o merecimento
do título de “curingas” do paisagismo (Valente et al., 2003). A maioria das bromélias
é ornamental, inclusive no Brasil, com ênfase ao paisagismo, que proporciona
similaridade aos ambientes naturais. O paisagismo no país ganhou destaque na
década de 1960 e para esse fim, dentre tantos gêneros, inclui-se o gênero
Neoregelia sp. (candelabro-vermelho) (Englert, 2000).
      Pertencente à subfamília Tillandsioideae, Neoregelia sp. é um gênero
composto por bromélias na sua maioria apreciadoras de sombra, com algumas
exceções, que habitam o chão ou ramos do estrado inferior da mata (Kampf, 1992).
      O progresso da devastação e da coleta predatória contribui para a perda da
biodiversidade e extinção. Este contexto inclui Neoregelia sp., uma bromélia
raramente presente no ecossistema do RS. Em função disto, técnicas de cultura de
tecidos in vitro levam à preservação de populações naturais e a reintegração das
plantas em seus hábitats. A exemplo de outros países, no Brasil há empresas que
produzem mudas de bromélias para fins ornamentais, utilizando técnicas de cultura
de tecidos, visando abastecer mercados internos e externos (Zornig, 1996). Porém,
os conhecimentos ainda são insuficientes para possibilitar o suprimento contínuo e
permanente desta flora. Assim sendo, torna-se necessário o desenvolvimento de
pesquisas através da biotecnologia, técnicas de cultivo in vitro e a propagação em
massa desta planta para posterior adaptação.
      Diante do exposto, objetivou-se determinar o cultivo in vitro de explantes
foliares de candelabro-vermelho e a indução de calos, através do meio de cultura
MS (Murashige e Skoog, 1962) modificado associado a diferentes combinações e
concentrações de reguladores de crescimento.


                             2. MATERIAL E MÉTODOS

     Foram utilizadas plantas de Neoregelia sp., provenientes de floricultura, a partir
das quais foram obtidos os explantes iniciais. Os explantes, oriundos das folhas
foram lavados em água corrente. Após, em câmara de fluxo laminar, com material
previamente esterilizado em autoclave, os explantes foram cortados em quadrados e
desinfestados com álcool 70% por 30 segundos, água destilada esterilizada,
hipoclorito de sódio a 1% por 20 minutos e água destilada esterilizada novamente.
Em seguida, os explantes foram mergulhados em água de côco (antioxidante) em
dois ensaios.
      O meio de cultura usado foi o MS, do qual os micronutrientes contendo Boro,
Zinco e Cobre foram suprimidos, por serem tóxicos às bromélias. A esse MS
modificado foram acrescidas concentrações de reguladores de crescimento, 2 g L -1
de carvão ativado e pH ajustado em 5,8. Em um primeiro ensaio, os tratamentos
consistiram de três reguladores de crescimento: 2,4D, BAP e ANA, cada um em
quatro concentrações diferentes (0,0 mg L-1; 0,5 mg L-1; 1,0 mg L-1 e 1,5 mg L-1)
combinados entre si, totalizando 64 combinações (4 x 4 x 4). Os meios foram
distribuídos em frascos e autoclavados a 120 ºC (1 atm) por 15 minutos. Após a
inoculação dos explantes em câmara de fluxo laminar, o experimento foi transferido
para sala de crescimento com fotoperíodo de 8h/16h, temperatura controlada de 27
ºC, na luz, por oito meses. No segundo ensaio, após a inoculação, o experimento foi
incubado em câmara de crescimento, inicialmente no escuro por cinco semanas e
após este período, na luz.


                          3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

     A Tabela 1 apresenta a porcentagem (%) de explantes oxidados de Neoregelia
sp. de acordo com o tempo de incubação (meses) do material no primeiro e segundo
ensaios.

Tabela 1. Porcentagem (%) de explantes oxidados de Neoregelia sp. de acordo com
          o tempo de incubação (meses) no primeiro ensaio (todo na luz) e no
          segundo ensaio (primeiramente no escuro e depois na luz) .

Ensaio    1º mês    2º mês   3º mês    4º mês   5º mês    6º mês    7º mês   8º mês
  1º       100        0         0         0        0         0        0         0
  2º        0         0         0        10       10        15       15        20

       Os explantes submetidos ao primeiro ensaio, oxidaram no primeiro mês de
incubação. Este resultado está de acordo com o observado por Peres (2000) que
afirma ser a presença da luz já na primeira semana em câmara de crescimento, um
impedimento ao estabelecimento da cultura, pelo fato dela ser um fator ambiental
que afeta a organogênese. Este procedimento baseia-se no fato de que a enzima
chave da produção de compostos fenólicos, a fenilalaninamonioliase, é dependente
da luz (Peres, 2000).
       No segundo ensaio, com incubação inicial de cinco semanas no escuro, os
explantes superaram este período sem sofrerem oxidação e foram então
transferidos à luz na sala de crescimento, sendo observados durante oito meses
onde houve uma oxidação progressiva, porém menor que no primeiro ensaio
(Tabela 1).
       O desenvolvimento de explantes pelo uso isolado de qualquer regulador de
crescimento foi inexpressivo. Estes dados concordam com Handro & Floh (1990)
que afirmam que a organogênese é controlada pela concentração de
fitorreguladores e pelo balanço de citocinina/auxina presentes no meio de cultura.
Carvalho et al. (1974) também destaca ser essencial a combinação entre 2,4D e
uma citocinina para a proliferação de calos de explantes foliares nodais de cafeeiro.
       No segundo ensaio, observou-se desenvolvimento de massa celular nos
tratamentos com os meios contendo concentração de 1,0 mg L-1 de 2,4D, 0,5 mg L-1
de BAP e 0,0 mg L-1 de ANA; 0,5 mg L-1 de 2,4D, 3,0 mg L-1 de BAP e 0,0 mg L-1 de
ANA; 0,5 mg L-1 de 2,4D, 5,0 mg L-1 de BAP e 0,0 mg L-1 de ANA.
       O 2,4D é o regulador de crescimento mais eficiente na indução de calos e de
embriogênese somática em cereais, sendo utilizado com sucesso em aveia (Rines &
McCoy, 1981; McCoy et al., 1982; Grando et al., 1993; Bered et al., 1996).
       A massa de células desorganizadas e parcialmente indiferenciadas que variam
quanto ao tipo, tamanho, conteúdo celular e espessura da parede, chama-se de
calo, e sua formação deve-se a um balanceamento nos níveis de reguladores de
crescimento exógenos citocinina/auxina presentes no meio de cultura
(Narayanaswamy, 1977). A cultura de calos tem permitido o estabelecimento in vitro,
o que, conseqüentemente, proporciona a propagação em larga escala de diversas
espécies. No entanto, ainda estão em fase inicial de exploração as possíveis
mudanças no tecido vegetal capazes de induzir a formação de calos (Paiva Neto et
al., 1997). O calo embriogênico, segundo Bregitzer et al. (1995) é o alvo preferido
utilizado para o bombardeamento de partículas contendo o regulador de crescimento
ANA com vista à transformação genética dessa massa de desenvolvimento celular,
levando à sua modificação em tecido ou órgão.
       As bromélias demonstram, em geral, formação de calos, quando cultivadas na
presença de auxinas e citocininas, sendo este fato observado por vários autores:
Mercier & Kerbauy (1992, 1993, 1994, 1995), Vinterhalter & Vinterhalter (1994) e
Carneiro (1997).

                                4. CONCLUSÕES

    O meio MS modificado foi eficiente para a cultura de tecidos da bromélia
candelabro-vermelho. O pré-condicionamento no escuro permitiu o estabelecimento
do material, favorecendo o crescimento celular nos explantes da planta.

                      5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

BERED, F., SERENO, M. J. C. M., CARVALHO, F. I. F., FEDERIZZI, L. C.,
DORNELLES, A. L. C., LANGE, C. E., HANDEL, C. L. Avaliação de embriogênese
somática em cultivares de aveia (Avena sativa L.). Ciência Rural, 1996, v.26, n.3,
p.371-375.
BREGITZER, P., MILACH, S. C. K., RINES, H. W., SOMERS, D. A. Somatic
embryogenesis in oat (Avena sativa L.) In: BAJAJ, Y. P. S. (Ed.). Biotechnology in
Agriculture and Forestry. Somatic Embryogenesis and Synthetic Seed II Berlin,
Heidelberg: Springer-Verlog, 1995, v.31, p.53-62.
CARNEIRO, L. A. Controle da morfogênese in vitro de três espécies de
bromélias endêmicas do Sudeste brasileiro. Piracicaba, 1997. 87 p. Tese
(Doutorado em Agronomia) ESALq, 1997.
CARVALHO, F. J. P. C., CARVALHO, P. C. T., CRÓCOMO, O. J. Cultura de tecidos
de explantes de café. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE PESQUISAS
CAFEEIRAS, Resumos... 1974, v.2, p.299-300.
ENGLERT, S. I. Orquídeas & Bromélias – Manual prático de Cultivo. Guaíba:
Livraria e Editora Agropecuária Ltda, 2000, 92p.
GRANDO, M. F., EICHLER, L., TANABE, C. R., SANTOS, J. F., SANTOS, C. M.
Indução de calos e regeneração de plantas em três genótipos de aveia. Revista
Brasileira de Fisiologia Vegetal, 1993, v.5, n.2, p.139-144.
HANDRO, W., FLOH, E. I. S. Aspectos básicos do controle da morfogênese in vitro.
In: TORRES, A. C., CALDAS, L. S. ed. Técnicas e Aplicações da Cultura de
Tecidos de Plantas, 1990, p.203-212.
KAMPF, A. N. Substratos para floricultura. Manual de Floricultura, 1992, p.36-43.
McCOY, T. J., PHILLIPS, R. L., RINES, H. W. Cytogenetic analysis of plants
regenerated from oat (Avena sativa L.) tissue cultures, high frequency of partial
chromosome loss. Candian Journal of Genetics and Cytology, 1982, v.24, n.51-
56.
MERCIER, H., KERBAUY, G. B. In vitro multiplication of Vriesea fosteriana. Plant
Cell, Tissue and Organ Culture, Dordrecht, 1992, v.30, p.247-249.
MERCIER, H., KERBAUY, G. B. Micropropagation of Dyckia macedoi – an
endangered endemic Brazilian bromeliad. Botanic Gardens: Micropropagation
News, 1993, v.1, n.6, p.70-72.
MERCIER, H., KERBAUY, G. B. In vitro culture of Vriesea hieroglyphica, an
endangered bromeliad from the Brazilian Atlantic Forest. Journal of the Bromeliad
Society, 1994, v.44, p.120-124.
MERCIER, H., KERBAUY, G. B. Importance of tissue culture technique for
conservation of endangered Brazilian bromeliads from Atlantic rain forest canopy.
Selbyana, 1995, v.16, n.2, p.147-149.
MURASHIGE, T., SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and bioassays with
tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 1962, v.15, p.473-497.
NARAYANASWAMY, S. Regeneration of plants from tissue cultures. In:
REINERT, J., BAJAJ, Y. P. S. Applied and fundamental aspects of plant cell, tissue,
and organ culture. 1977, p.179-206.
PAIVA NETO, V. B., PAIVA, R., GOMES, G. A. C., PÓVOA, J. S. R. Comportamento
in vitro de segmento nodal de moreira (Chlorophora tinctoria (L.) Gaudichaud).
Arquivos de Biologia e Tecnologia, 1997, v.40, n.1, p.135-141.
PERES, L. E. P. Bases fisiológicas e genéticas da regeneração de plantas in
vitro. Capturado em 04 nov. 2000. On line. Disponível na Internet: Biotecnologia
Ciência & Desenvolvimento.
RINES, H. W., McCOY, T. J. Tissue culture initiation and plant regeneration in
hexaploid species of oats. Crop Science, 1981, v.21, p.837-842.
VALENTE, R., BARRETO, A., MÜLLER, E. As rainhas tropicais. Revista Flores &
Plantas, 2003, n.5, p.22-27.
VINTERHALTER, B., VINTERHALTER, D. True to the typu in vitro propagation of
Aechmea fasciata Baker. Scientia Horticulturae, 1994, v.57, p.253-263.
ZORNIG, R. K. Micropropagação de bromélias. Revista da Sociedade Brasileira de
Bromélias, 1996, v.3, n.3, p.3-8.

								
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