tp funcionales 2011

Document Sample
tp funcionales 2011 Powered By Docstoc
					                                                                            Bromatología



                             PROPIEDADES FUNCIONALES
Objetivo general. Utilizar distintas técnicas que permitan evaluar propiedades funcionales

GELES
Objetivos:
a) Analizar condiciones de gelificación.
b) Determinar la capacidad de retención de agua de los geles.
c) Comparar características de los geles obtenidos con proteínas y con almidón.
d) Evaluar la interacción de galactomananos con goma xántica en la formación de geles.

1 Determinación de la capacidad de formar estructuras tipo gel.
1.1 Efecto de la temperatura y la concentración – Muestra: Gelatina.
        Preparar 5 ml de distintas dispersiones de gelatina (1, 2 y 5% p/v) con agua
destilada, previamente calentada a dos temperaturas diferentes (60 y 95°C). Colocarlas
en tubos eppendorf de 1,5 ml, uno para cada concentración y temperatura, tapar
herméticamente y mantenerlas 1 hora a 4°C. Posteriormente, vaciar cuidadosamente el
contenido de los tubos y observar si hubo formación de un gel, observar y registrar las
siguientes características: color, opacidad y textura.
        Tomar una porción del gel mejor formado y colocarlo entre un porta y cubre
objetos, observar al microscopio.
        Sobre la base de los resultados obtenidos, determinar las condiciones
temperatura/concentración que permita obtener geles de características determinadas.

1.2 Efecto del pH – Muestra: Yema de huevo
        Separar las claras de las yemas. Colocar las yemas sobre un papel de filtro cortar
las membranas que las recubren y colocar el contenido en un vaso o tubo. Diluir las
yemas 1:1 con NaCl 0.5%. Dividir en tres alícuotas y ajustar cada una a un pH diferente,
4, 7 y 11, utilizando HCl 2N o NaOH 2N.
        Para obtener los geles colocar 10 ml de las dispersiones en tubos (cilindros de
vidrio con tapones en los extremos) y calentar 10 min a 95°C. Luego, enfriar
inmediatamente en un baño de agua a 15°C. Para asegurar la completa gelificación es
necesario mantener los geles a 4°C durante 24-48 h. En el trabajo experimental los geles
se dejarán reposar 1 h a 4°C en heladera.
        Posteriormente, desplazar el gel con un émbolo para retirarlo del tubo. Una vez
que destape el tubo donde obtuvo los geles de yema de huevo debe proceder con rapidez
para determinar la capacidad de retención de agua (ver ítem 2).
        Observar si hubo formación de gel, si hay líquido liberado, etc. Registrar las
siguientes características: color, opacidad y textura.
        Sobre la base de los resultados obtenidos, relacionar las características de los
geles con la condición de pH utilizada.

2 Capacidad de retención de agua de los geles obtenidos
      Se puede determinar mediante dos métodos:

2.1 Determinación de la capacidad de retención de agua en papel de filtro.
       Debe contar con papeles de filtro de tamaño adecuado previamente secados en
estufa durante 10 minutos.
       Una vez que desplace el gel hacia fuera del tubo corte los geles en estudio en dos
secciones transversales de 1 cm de espesor. Deposite cada sección rápidamente en el
centro de un papel de filtro previamente secado. Marcar el halo formado luego de tres
minutos de contacto entre el gel y el papel de filtro.

Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                Area Bioquímica y Control de Alimentos   1
                                                                             Bromatología



       Calcular el % de exudado como:

                              E%=(D3-D0)x100/D0

Donde:
D3 es el diámetro del halo luego de tres minutos de contacto
D0 es el diámetro interno del tubo.

2.2 Determinación de la capacidad de retención de agua por
centrifugación                                                                        A
       Se utilizará un sistema de cilindros de acrílico, A, B (con
membrana) y C, que se colocarán en un tubo de centrífuga con el gel
para realizar la determinación de la capacidad de retención de agua                   B
por centrifugación. Pese los cilindros A y B. Corte una porción del gel
de yema de huevo con un sacabocado y colóquela sobre la                               C
membrana del cilindro B. Vuelva a pesar los cilindros (A y B) con la
muestra. Ubíquelos dentro del tubo de centrífuga colocando en
primer lugar el cilindro C. Luego de centrifugar (ver condiciones)
vuelva a pesar los cilindros (A y B) con el gel. Calcule la masa de
agua perdida (diferencia en peso) en relación a la masa de gel y
compare los resultados obtenidos trabajando en diferentes
condiciones.

3 Interacción de galactomananos con goma xántica en formación de geles
Preparar 10 ml de soluciones 1% de:
i)      goma xántica (GX)
ii)     goma garrofín (GGf)
iii)    goma guar (GG)
Disolver las gomas en caliente agitando cuidadosamente. Mezclar en caliente cantidades
relativas de las gomas disueltas de modo de obtener tres mezclas diferentes de 25:75,
50:50 y 75:25 de GX-GGf y GX-GG. Utilizar 4 ml de volumen final de cada mezcla. Dejar
enfriar y observar si se forma gel y sus características. Relacionar con las estructuras
químicas y la conformación espacial de cada polisacárido.


VISCOSIDAD
Objetivo: Estudiar el comportamiento reológico y determinar la viscosidad de aceite
comestible y de dispersiones de goma xántica y de almidón.

Principios de funcionamiento del viscosímetro Brookfield
       Es un viscosímetro rotacional, provisto de dos tipos de rotores: cilíndricos y en
forma de disco. El rotor se sumerge en el fluido en estudio y va acoplado, por medio de un
resorte calibrado, a un motor de velocidad variable. Cuando el rotor gira la deformación
del resorte es proporcional al torque necesario para vencer la resistencia viscosa del
fluido al movimiento; la mencionada deformación se indica en un visor digital y es
proporcional a la viscosidad del fluido.
       Cuando se trabaja con rotores cilíndricos es posible deducir analíticamente la
expresión que relaciona el esfuerzo de corte  con el torque M leído en el instrumento
(considerando un fluido newtoniano) como así también la relación entre (-dvy / dx) y la
velocidad angular W:


Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                 Area Bioquímica y Control de Alimentos   2
                                                                             Bromatología



                                              M                -dvy       2wR2c R3b
Fórmula                               =                   y          =
                                            2 π R2b L          dx         X2 (R2c R3b)

         En las expresiones anteriores L, Rb y Rc son parámetros que dependen del
tamaño del rotor. Para los rotores con forma de disco la deducción no es tan sencilla, pero
es correcto considerar que  es proporcional al momento M y la velocidad de deformación
(-dxy / dx) proporcional a la velocidad angular w.
         Para un fluido de determinada viscosidad, la resistencia al movimiento será mayor
a mayor velocidad o mayor tamaño de rotor. Por lo tanto, el rango mínimo de viscosidades
se medirá con el rotor más grande girando a la máxima velocidad (100 rpm), e
inversamente, el rango máximo de viscosidades se medirá con el rotor más pequeño a la
velocidad mínima (0,5 rpm).
         Las medidas hechas con un mismo rotor a distintas velocidades permiten obtener
las características reológicas del fluido.

Procedimiento
         Se utilizará un viscosímetro Brookfield modelo RVT, que consta de siete rotores,
uno cilíndrico y seis en forma de disco, apropiado para el estudio de fluidos de viscosidad
intermedia (de 100 cp a 8 x 106 cp), que puede girar a 8 velocidades diferentes (0,5, 1, 2,
5, 10, 25, 50 y 100 rpm).
         Al iniciar la práctica encienda el viscosímetro (con la perilla izquierda del panel
frontal) y verifique mediante la burbuja de nivel que el equipo esté nivelado. Luego
encienda el motor (perilla derecha) y seleccione una velocidad angular de 10 rpm. Deje
funcionar el equipo hasta que la lectura se estabilice (o no fluctúe más que 0,1) y mueva
la perilla de ajuste del cero hasta que el visor indique 00,0. Luego apague el motor.
Monte la guarda en el viscosímetro, la misma protege al rotor de posibles daños, es
imprescindible su uso con los rotores #1 y #2, pero se aconseja utilizarla siempre.
         Coloque el fluido a estudiar en un recipiente de por lo menos 600 ml de capacidad.
Sumerja el rotor en el mismo y luego proceda a acoplarlo al viscosímetro. El rotor debe
quedar sumergido hasta mediados de la muesca del eje para que sea válida la suposición
de que los efectos de borde son despreciables. Con los rotores en forma de disco debe
cuidar que no queden burbujas de aire atrapadas en la superficie de los mismos.
         Para realizar una medida de viscosidad, encienda el motor y permita que la lectura
se estabilice (el tiempo requerido para la estabilización dependerá de la velocidad a la
que opera el viscosímetro y de las características de la muestra). Para obtener el valor de
la viscosidad () se debe multiplicar el valor leído, M, por un factor F que depende del
tamaño y forma del rotor y de la velocidad angular. Los valores de F se representan en la
tabla.

                                      (cp)= M F




Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                 Area Bioquímica y Control de Alimentos   3
                                                                            Bromatología



                         Rotor                      F
                         disco
                           #1                   100 / N
                           #2                   400 / N
                           #3                  1 000 / N
                           #4                  2 000 / N
                           #5                  4 000 / N
                           #6                  10 000 / N
                        Cilindro
                           #7             40 000 / N (Midiendo
                                              sin guarda)
                                                   N: velocidad angular en rpm.

        Debe tratar de obtener una lectura entre 10 y 100 (cuanto más cercana a 100 será
menor el error de la medida ya que la precisión es de ± 1 % del valor a plena escala para
cada combinación velocidad/rotor, que coincide con el valor F expresado en cp. Como
este error es absoluto, el error relativo será menor si la lectura es cercana a 100). Si la
lectura sobrepasa el valor de 100 (el visor indicará error) seleccione una velocidad menor
o un rotor más chico, y proceda de modo inverso si la lectura es muy pequeña.
        Para cada combinación rotor-velocidad angular, el valor máximo de viscosidad es
igual a 100 F cp. Cuando se realizan medidas con un mismo rotor a distintas velocidades,
es aconsejable cambiar de velocidad con el rotor encendido.
        Se construirán curvas reológicas de dos fluidos variando la velocidad angular del
rotor.

Muestras: Almidón de maíz, Goma guar, Aceite comestible
 Preparar 500-600 ml de dispersiones acuosas de almidón al 10% y al 5%; gelatinizar
   en baño de agua a 100°C durante 45 minutos. Dejar enfriar hasta temperatura
   ambiente.
 Preparar una solución (500-600 ml) de goma guar al 2%; calentar suavemente si es
   necesario.
Expresión de los resultados:
       Graficar las curvas reológicas y calcular la viscosidad aparente a mitad de rango.
Analice el comportamiento desde el punto de vista reológico.



GELATINIZACIÓN, GELIFICACIÓN Y RETROGRADACIÓN DE ALMIDÓN
Objetivos:
a) Estudiar los cambios que sufren dispersiones de almidón en agua con la temperatura.
b) Comparar los geles de almidón con los geles proteicos.

1 Gelatinización de almidón.
       Preparar 10 ml de una dispersión al 10% de almidón en agua destilada, calentar la
dispersión durante 10 minutos a baño María, con agitación constante y tomar pequeñas
alícuotas a los 0, 2, 5 y 10 minutos.
Extender cada alícuota sobre un portaobjetos, homogeneizar el extendido y esperar 5
minutos. Cubrir con cubreobjetos y observar en microscopio con aumento adecuado.



Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                Area Bioquímica y Control de Alimentos   4
                                                                              Bromatología



2 Gelificación y retrogradación de almidón.
        Preparar 20 ml de una suspensión de almidón 10% como indica el inciso a).
Gelatinizar las suspensión y determinar qué aspecto presenta el sistema antes y después
del enfriamiento. Fraccionar la suspensión ya gelatinizada en recipientes cilíndricos de
modo de obtener 4 fracciones de cada suspensión. Dejar enfriar hasta temperatura
ambiente y observar las características del gel. Dos fracciones de cada suspensión se
envolverán en Parafilm y se almacenarán en heladera (4-7°C) durante 1 semanas para
observar los cambios debidos a la retrogradación y cuantificar exudado. Con las otras dos
fracciones ya gelificadas y frías se cuantificará el exudado. Para ello se utilizará la técnica
descrita anteriormante para medir capacidad de retención de agua de los geles proteicos.
Calcular el % de exudado de los dos geles y promediar.



PROPIEDADES SUPERFICIALES DE PROTEÍNAS
Objetivo:
a) Determinar las propiedades emulsionantes y espumantes de proteínas alimentarias.
b) Estudiar el efecto de la concentración de proteína sobre diferentes parámetros que
caracterizan las propiedades funcionales investigadas.

1 Estabilidad de emulsiones.
1.1 Método de Dagorn-Scaviner. Medida de la cinética de floculación-cremado.
Muestras: leche descremada en polvo (35% proteína) – concentrado de proteínas de
suero lácteo (80% proteína)
Ensayo:
        Preparar dispersiones proteicas (0.05, 0.1 y 0.5 mg/ml) a partir de cada muestra a
analizar.
        Colocar en tubo plástico Falcon de 30 ml, 4 ml de aceite + 12 ml de dispersión de
proteínas (0.05, 0.1 y 0.5 mg/ml de proteína), introducir el vástago del Ultraturrax en la
mezcla, encender el equipo y colocar el selector de velocidades en la posición 5 (2000
r.p.m. aproximadamente) durante 1 min. Inmediatamente transferir a) 10 ml de la emulsión
a un tubo graduado de 15 ml, rápidamente, medir el volumen de la interfase (Vt) en
función del tiempo, al principio cada 5-10 segundos y más tarde cada 1-5 minutos.
Graficar Vt en función del tiempo, ln (Ve/(Ve-Vt)) vs tiempo y calcular las constantes de
desestabilización por floculación-cremado. b) un volumen a dos tubos eppendorf de 1.5ml
(para la determinación de coalescencia).

1.2 Determinación de la coalescencia mediante centrifugación.
    Tomar los tubos eppendorf que obtuvo en el paso anterior, pesarlos y centrifugarlos
durante 5 min a 3000 rpm. Separar la fase grasa con pipeta y volver a pesar el tubo. Por
diferencia de peso evaluar la coalescencia para las concentraciones de proteína
evaluadas para cada muestra y comparar.

Coalescencia (%) = (g de grasa liberada de la emulsión /g de grasa inicial) * 100


2   Determinación de propiedades espumantes.
    Preparar dispersiones proteicas a partir de leche descremada en polvo (35% proteína)
y a partir de clara de huevo (90% agua, 10% proteína) de 0.01, 0.05 y 0.1 mg/ml de
proteína.


Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                  Area Bioquímica y Control de Alimentos   5
                                                                               Bromatología



     Colocar 5 ml de las dispersiones proteicas en tubos graduados plásticos. Agitar 2
minutos en Ultraturrax (punto 5 de velocidad, 2000 rpm) inclinando el tubo para favorecer
la incorporación de aire durante la agitación, manteniendo el orificio superior del vástago
del equipo por fuera del líquido. Una vez terminada la agitación, medir:
     a) volumen de líquido incorporado en la espuma
     b) volumen total de espuma
     c) volumen drenado en función del tiempo

    Graficar a) y b) en función de la concentración de proteínas, y c) en función del
tiempo.
    Analizar las diferencias encontradas en la formación y en la estabilidad de las
espumas obtenidas.


PROPIEDADES DE HIDRATACIÓN

1 Determinación de la capacidad de absorción de agua (WIC)
Equipo a utilizar: Las medidas se llevarán a cabo utilizando un equipo de Baumann
modificado, a temperatura ambiente cuidando que no existan corrientes de aire en el lugar
de las medidas. El mismo cuenta con un embudo con placa cribada conectado a un tubo
capilar graduado, los cuales se encuentran perfectamente alineados y horizontales. Toda
la tubería y el tubo capilar se llenan con agua termostatizada a temperatura ambiente, que
además está en contacto con un papel de filtro que se coloca sobre la placa del embudo.

Metodología: Antes de realizar las determinaciones con las muestras, se debe verificar
que el equipo mantenga el cero durante, al menos, el tiempo más largo que lleve una
medida.Colocar el polvo exactamente pesado distribuyéndolo uniformemente sobre el
papel de filtro. Si se observa poca uniformidad en el tamaño de partícula, el polvo será
previamente tamizado, de modo de asegurar que todas las partículas que se utilicen
posean un tamaño menor que el corte del tamiz.

Muestras: Aislados proteicos de soja. Pesar alrededor de 22 mg para cada medida.

Expresión de los resultados: Con los resultados se pueden obtener las cinéticas de
absorción de agua graficando los mililitros de agua absorbidos por gramo de muestra
versus el tiempo en minutos. El máximo valor que se obtiene en la curva corresponde al
parámetro conocido como capacidad de absorción de agua o WIC (Water Imbibing
Capacity). A partir de las curvas de cinética de absorción, y, calculando la pendiente en la
porción lineal inicial de la curva se puede obtener la velocidad inicial de absorción de
agua.

2  Determinación de la solubilidad. Efecto del tratamiento térmico
       Preparar dispersiones acuosas de proteínas de suero que contengan 0,5, 1 y 3%
de proteínas. Tratar las muestras durante 0, 10 , 30 y 60 minutos a 90 °C.
       Centrifugar a 14000g durante 15 minutos y determinar la solubilidad en cada
condición de temperatura como:

                       Solubilidad (%) = proteína soluble
                                          proteína total
       Para medir proteína soluble se utilizará el método de Bradford (ver Guía de
Trabajos Prácticos de Análisis de macrocomponentes de alimentos).

Facultad de Ciencias Exactas – UNLP                   Area Bioquímica y Control de Alimentos   6

				
DOCUMENT INFO
Shared By:
Categories:
Tags:
Stats:
views:13
posted:5/20/2012
language:Spanish
pages:6